Foundation for
Arthropod Biodiversity
and Crop Protection

Biodiversité des bruches sur le haricot (Phaseolus vulgaris) et le pois (Cajanus cajan et Vigna unguiculata subsp. Cylindrica) en République du Congo : Bio contrôle en post récolte et lutte biologique

Justification / contexte

Le haricot commun Phaseolus vulgaris Linné 1753 et les pois Cajanus cajan et Vigna unguiculata subsp. cylindrica Linné 1753 sont les principales légumineuses consommées en République du Congo (RC). La consommation de ces deux légumineuses est cruciale pour de nombreuses populations, car elle constitue une source importante de protéines (22% du poids sec), de fer, de zinc, de fibres et de sucres lents  (Stanton 1970, Pujolà et al. 2007, Huignard et al. 2011). En RC, la production de ces légumineuses reste largement une préoccupation traditionnelle dans laquelle la plupart des producteurs sont de petits exploitants regroupés soit en groupements agricoles soit en communautés familiales, d'où leur faible productivité. Parmi les facteurs limitant les performances de l'agriculture congolaise, on peut citer : - l'absence d'un système de protection des cultures, et - le niveau élevé des pertes post-récolte. La conséquence est que la quantité produite est faible et ne peut pas couvrir les besoins de toute la population, d'où le recours à l'importation principalement du Cameroun, ce qui entraîne une hausse des prix de cette légumineuse sur les marchés locaux. Malheureusement, ces légumineuses sont attaquées par des insectes ravageurs. Ces insectes sont principalement des Coléoptères de la famille des Chrysomelidae et de la sous-famille des Bruchinae Delobel A, Trans M. (1993). Les cultures de haricots dans le monde (en particulier P. vulgaris) sont attaquées préférentiellement par le charançon commun du haricot (Acanthoscelides obtectus (Say)) et le charançon mexicain du haricot (Zabrotes subfasciatus (Boheman)). Schmale et al (2002) estiment que 35-40% des cultures de haricots sont détruites par A. obtectus en Amérique latine. Les pertes sont similaires en Afrique orientale et centrale où les cultures de haricots sont largement répandues (Paul et al 2010 ; Huignard et al. 2011). Les cultures de pois sont attaquées par Bruchus pisorum, Zabrotes subfasciatus et Callosobruchus maculatus. Southgate 1979 ; Meik & Dobie 1986 ; Delobel &Trans 1993 ; Huignard et al. 2011).

Les dégâts qui en résultent peuvent se produire en plein champs, mais les dégâts les plus importants ont lieu pendant la période de stockage post-récolte des graines (Rawal & Navarro 2019). En l'absence de tout traitement, les ravageurs peuvent détruire jusqu'à 30% de la récolte après 6 mois de stockage. Les coléoptères Bruchinae polyvoltins sont certainement les ravageurs les plus nuisibles, ils se développent et se reproduisent au sein des stocks (Johnson 1981). Une méthode de contrôle biologique impliquant des macro-organismes constituerait une alternative à l’utilisation des produits phytosanitaires. Un certain nombre d'Hyménoptères parasitent les œufs et les larves des bruches des genres Bruchidius, Callosobruchus, Acanthoscelides et Zabrotes. D’après la littérature, parmi les parasitoïdes, seuls Dinarmus basalis et Eupemus vuilleti peuvent se développer en plein champs et dans les stocks de graines (Huignard et al. 2011). Le succès de la pression parasitaire sur les bruches dépendra donc 1) du taux de reproduction et de développement des parasitoïdes utilisés, 2) du taux de contamination des graines au moment de la dissémination, et enfin 3) de la diversité des bruches présentes dans les graines. Des études ont montré que le taux d'infestation varie selon les espèces. Ainsi, le nombre de couples de parasitoïdes lâchés dépendra de l'espèce de bruches à parasiter. Il existe peu de données scientifiques concernant la diversité des bruches présentes sur les haricots et les pois en RC (Delobel 1984). Une seule étude récente a été publié (Dibangou et al. 2021) et une autre et en cours de soumission (Belle Mbou Okassa et al. In press).

Pendant des décennies, l'identification des morphoespèces a été effectuée exclusivement à partir des diagnostics morphologiques fournis par les études taxonomiques (Borowiec 1987). Cette méthode d’identification requiert des compétences particulières souvent acquises par une longue expérience que seuls les experts, tels que les taxonomistes et les techniciens qualifiés possèdent (Raupach et al. 2010). Compte tenu de la diminution du nombre d'experts (Agnarsson & Kuntner 2007) et de l’érosion de la biodiversité, une méthode alternative a été proposée pour accélérer l’inventaire de la biodiversité existante et permettre l'identification des espèces par des non-spécialistes. C'est pourquoi, depuis 2003, l’identification des morphoespèces à partir d’une courte séquence d’ADN mitochondrial a été proposée par Hebert et al (2003a et 2003b). Cet outil permet d'identifier les stades immatures qui sont très difficiles à identifier chez les insectes (Bahkoum et al 2011.), les morphoespèces qui ne présentent pas suffisamment de caractères discriminants ainsi que les espèces cryptiques Magoga et al (2018) ont testé l'efficacité du COI sur près de 7 237 séquences nucléotidiques COI, soit 542 espèces de Chrysomelidae. L'efficacité du barcoding était de 94%, c'est-à-dire que 6% des séquences ont été mal identifiées. Depuis l'article fondateur d'Hebert publié en 2003, d'autres marqueurs moléculaires ont également été utilisés avec succès par exemple, l'ARNr 12S, le Cytb et l'ITSS (Tixier et al 2006 ; Okassa et al 2009, 2010, 2012 ; Hernández- Triana et al. 2019)

L'objectif principal de cette problématique de thèse sera de mettre en place une méthode de lutte biologique pour réduire les infestations de bruches en post récolte dans les stocks des principales légumineuses consommées par la population congolaise

Objectifs

Principal

  • Évaluer la diversité des populations de bruches intra et interspécifiques présentes sur le haricot et les deux variétés de pois (en plein champs et dans les zones de stockage) à l’aide du barcoding multilocus (ARNr 12S, COI, et ITSS).

Secondaires

  • Évaluer la diversité des Hyménoptères parasitoïdes présents dans les zones de stockages en RC
  • Élever les populations d’hyménoptères parasitoïdes identifiées
  • Tester cette méthode de bio contrôle en conditions expérimentales pour évaluer le niveau de pression parasitaire à effectuer sur chaque ravageur
  • Essai de lutte biologique en conditions réelles

Schéma de la recherche

Étude descriptive transversale et longitudinale

Procédures de la recherche

Prévalence et sévérité d’infestation par les Bruches en plein champs

Le niveau d’infestation par des Bruches sera évalué sur les points d’observations en début de floraison et jusqu’à la fin de la fructification. Elle consistera à une observation régulière afin de repérer sur les organes attaqués (fleurs, gousses vertes et tiges), la présence des œufs, des larves et d’insectes adultes en pleins champs et dans les zones de stockage.

Échantillonnage

L'échantillonnage aléatoire des différentes populations d'espèces de bruches sera réalisé pendant 6 mois dans le Niari et dans la Bouenza. Dans chaque localité, huit (8) parcelles de champs de haricot et pois seront sélectionnées avec une distance minimale de 4 km entre les parcelles voisines. Sur chaque parcelle, une douzaine de pièges seront installés pour capturer les insectes, et des échantillons seront prélevés une fois par semaine. Chaque semaine, les bruches seront collectés et triés à la main parmi les autres espèces. Les individus seront collectés à partir des graines dans les pièges et les zones de stockage. Ils seront ensuite placés pendant 24 heures dans de petits pots en plastique avec une serviette en papier imbibée de solvant (acétate d'éthyle). Cette procédure permet aux coléoptères de se détendre et d’empêcher les tissus de se rigidifier. Une fois cette étape terminée, les individus de chaque population seront conservés dans de l'éthanol à 70% pour les analyses morphologiques et dans de l'éthanol à 95% pour les analyses moléculaires.

Analyses morphologiques

Chaque spécimen de bruches sera placé sur un couvercle de boîte de Pétri et observé sous une loupe binoculaire Leica MZ6. L'identification de chaque spécimen sera réalisée à partir des clés d’identification. Nous utiliserons la même technique pour identifier les hyménoptères parasitoïdes présents dans les stocks de graines.

 

Analyses moléculaires

  • Extraction d’ADN

L’ADN total sera extrait de l’ensemble des populations d’insectes collectés à partir du Kit d’extraction Qiagen « DNA Easy Blood and Tissues ». Ce protocole comprend quatre principales étapes qui sont les suivantes : le broyage mécanique, la lyse cellulaire, le nettoyage et l’élution de l’ADN.

  • Amplification et séquençage de l’ADN

Des fragments d’ADN mitochondrial (ARNr 12S, COI, et ITSS) seront amplifiés à partir des protocoles d’amplification utilisés pour les Arthropodes. Le séquençage s’effectuera au sein de la société Macrogen

  • La correction des séquences et le contrôle de la qualité de la séquence amplifiée

La correction des séquences sera réalisée avec le logiciel Geneious pro 3.5.4

Une fois la séquence « nettoyée », un blast (basic local alignement search tool) sera effectué pour vérifier que (1) la séquence du spécimen amplifiée appartient bien à la famille des Chrysomélidae et (2) la séquence amplifiée n’était pas un pseudogène.

  • Variabilité intra et interspécifique

En dépit de nombreuses critiques, l'utilisation du facteur '10' a été utilisée dans de nombreux groupes taxonomiques pour assigner correctement les séquences obtenues aux espèces correspondantes. Dans ce projet de recherche, nous utiliserons un seuil de délimitation pour identifier nos spécimens.

Mise en élevage et évaluation de la pression parasitaire

  • Mise en élevage des Hyménoptères

Des élevages seront réalisés dans des boîtes parallépipèdes rectangulaires en plexiglas avec des graines de légumineuses et des couples de bruches. Les paramètres suivants seront évalués : les conditions de développement et de reproduction des parasitoïdes, ainsi que le taux de contaminations des graines.

  • Évaluation de la pression parasitaire

Des lâchers de parasitoïdes à des temps différents seront effectués à l’intérieur d’un système de stockage et le niveau d’infestation des graines sera évalué.

Critères de jugement

Critères de jugement principal

Valeurs des indices de Shannon et de Piélou

Critères de jugement secondaires

Valeurs des indices de Shannon et de Piélou

Congruence des scores des deux outils pour valider chaque rang spécifique

Seuil de variabilité intra et interspécifique et absence de chevauchement

Réduction significative du niveau d’infestation suite à la pression parasitaire

Taille d'étude

C’est une étude descriptive, il n’y a pas de calcul du nombre d’individus

Analyse statistique des données

Les analyses statistiques seront réalisées du logiciel SPSS ou du logiciel R. Le degré de signification statistique retenu pour l’ensemble des analyses sera fixé à 5 % et un minimum de 80% de puissance.

Analyses principales

Les variables qualitatives seront présentées sous forme de pourcentage et les variables quantitatives de moyenne et d’écart type

A chaque variable sera calculée un intervalle de confiance

Les scores des indices de Shannon et d’équitabilité de piélou seront calculés pour chaque plante hôte étudiée

Analyses secondaires

Pour comparer deux pourcentages, un test du khi-deux sera effectuée ou un test exact de Fischer si les conditions d’application d’un test paramétrique ne  sont pas remplies. Pour comparer deux moyennes on utilisera le test de Student (en fonction de la normalité de la variable quantitative évaluée par un test de Shapiro-Wilk et de l’égalité des variances), un test de Welch (test t’) si les variances entre les deux groupes ne sont pas égales ou un test Z si les effectifs sont grands(n> 30) que les variables ne suivent pas une loi normale.  Enfin nous effectuerons un test non paramétrique de Mann-Whitney si les conditions d’applications d’un test paramétrique ne sont pas remplies.

Retombées attendues

  • Créer une base donnée accessible en ligne et nommée EvaLBruchesCongo (évaluation de la biodiversité des bruches présents en RC). Cette base sera composée des données suivantes : le nom de chaque espèce identifiée, la plante support, les coordonnées GPS du lieu de la parcelle, les séquences barcodes associées à chaque espèce et population.
  • Bio contrôle des Bruches à l’aide des Hyménoptères parasitoïdes.
  • Améliorer la qualité nutritionnelle des légumineuses cultivées en RC

Bibliographie

Agnarsson I, Kuntner M. 2007.Taxonomy in a Changing World: Seeking Solutions for a Science in Crisis. Systematic Biology 56 (3): 531–539.

Baker AJ, Tavares ES, Elbourne RF. 2009. Countering criticisms of single mitochondrial DNA gene barcoding in birds. Molecular Ecology Resources 9 (s1): 257–268

Borowiec L. 1987. « The genera of seed-beetles (Coleoptera, Bruchidae) ». Polskie pismo entomologiczne 57 (1).

Bahkoum MT, Sarr M, Fall AG, Huver K, Fall M, Sembène M, Seck MT, Labuschagne K,Y Gardès L, Ciss M, Gimonneau G, Bouyer J, Baldet T, Garros C. 2018. DNA barcoding and molecular identification of field-collected Culicoides larvae in the Niayes area of Senegal. Parasites,Vectors 11 (1): 615

Delobel A, Trans M. 1993. Les Coléoptères des denrées alimentaires entreposées dans les régions chaudes. Vol. 32. IRD Editions.

Dibangou, V. (2021). Molecular characterization of pests ( Chrysomelidea: Bruchinae) of beans(Phaseolus vulgaris in the Republic of Congo. African Zoology, 35-43.

Hebert PDN, Cywinska A, Ball SL, de Waard JR. 2003a. « Biological Identifications through DNA Barcodes ». Proceedings. Biological Sciences 270 (1512): 313-321.

Hebert PDN, Ratnasingham S, De Waard JR. 2003b. « Barcoding animal life: cytochrome c oxidase subunit 1 divergences among closely related species ». Proceedings of the Royal Society of London. Series B: Biological Sciences 270 (suppl_1): S96–S99.

Hernández-Triana LM, Brugman VA, Nikolova NI, Ruiz-Arrondo I, Barrero E, Mar Fernández de Marco LT, Krüger A, Lumley S, Johnson N, Fooks A. 2019. « DNA Barcoding of British Mosquitoes (Diptera, Culicidae) to Support Species Identification, Discovery of Cryptic Genetic Diversity and Monitoring Invasive Species ». ZooKeys 832: 57-76.

Huignard J, Glithoi A, Monge JP, Regnault-Roger C. 2011. Insectes ravageurs des graines de légumineuses. Biologie des Bruchinae et lutte raisonnée en Afrique. Ed, Quae, Versailles Cedex, France. 145p.

Johnson CD. 1981. « Seed beetle host specificity and the systematics of the Leguminosae ». Advances in legume systematics 995-1027.

Magoga G, Sahin DC, Fontaneto D, Montagna M. 2018. Barcoding of Chrysomelidae of Euro-Mediterranean area: efficiency and problematic species. Scientific reports 8(1): 13398

Meik J, Dobie P. 1986. « The ability of Zabrotes subfasciatus to attack cowpeas ».

Entomologia experimentalis et Applicata 42 (2): 151–158.

Okassa M, Tixier MS, Cheval B, Kreiter S. 2009. Molecular and morphological evidence for a new species status within the genus Euseius (Acari: Phytoseiidae). Canadian Journal of Zoology 87 (8): 689–698.

Okassa M, Tixier MS, Kreiter S. 2010. Morphological and molecular diagnostics of Phytoseiulus persimilis and Phytoseiulus macropilis (Acari: Phytoseiidae). Experimental and Applied Acarology 52 (3): 291–303.

Okassa M, Tixier MS, Kreiter S.. 2012. Obtaining molecular data for all life stages of Typhlodromus (Typhlodromus) exhilaratus (Mesostigmata: Phytoseiidae): consequences for species identification. Experimental Applied Acarology 57 (2): 105–116

Paul UV, Hilbeck A, Edwards PJ. 2010. Pre-harvest infestation of beans (Phaseolus vulgaris L.) by Acanthoscelides obtectus Say (Coleoptera: Bruchidae) in relation to bean pod maturity and pod aperture. International Journal of Pest Management 56(1): 41-50

Pujolà M, Farreras A, Casanas F, 2007. Protein and starch content of raw, soaked and cooked beans (Phaseolus vulgaris L.), Food Chemistry, 102 : 1034-1041.

Rawal V, Navarro DK. eds 2019. The Global Economy of Pulses. Rome, Food and Agriculture Organization of the United Nations (FAO).

Raupach MJ, Astrin JJ, Hannig K, Peters MK, Stoeckle MY,Wägele JW. 2010.

« Molecular species identification of Central European ground beetles (Coleoptera: Carabidae) using nuclear rDNA expansion segments and DNA barcodes ». Frontiers in Zoology 7 (1): 26.

Southgate BJ. 1979. « Biology of the Bruchidae ». Annual review of entomology 24 (1): 449–473.Stanton WR 1970. Les légumineuses à grain en Afrique, FAO, 199p.

Tixier MS, Kreiter S, Barbar Z, Ragusa S, Cheval B. 2006. Status of two cryptic species, Typhlodromus exhilaratus Ragusa and Typhlodromus phialatus Athias-Henriot (Acari: Phytoseiidae): consequences for taxonomy. Zoologica Scripta 35 (2): 115–122.

Ward RD, Zemlak TS, Innes BH, Last PR, Hebert PDN. 2005. DNA barcoding Australia’s fish species. Philosophical Transactions